Pathologie du retour : interprétation d’un résultat de laboratoire

Extrait de l’ouvrage Médecine des voyages et tropicale

Par O. Bauchaud, P.H. Consigny, M.Cot, S.Odermatt-Blays et G. Le Loup

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Anomalie de la numération-formule sanguines

Anémies tropicales

Michel Cot

Après un séjour en zone tropicale, les principales étiologies d’un syndrome anémique ( tableau 10.1 ) peuvent être parasitaires (voyageurs et autochtones), carentielles ou génétiques (essentiellement sujets originaires des zones intertropicales).

Il nécessite dans tous les cas la réalisation d’une numération-formule sanguine avec dosage de l’hémoglobine, assortie d’examens spécifiques des causes recherchées. En zone tropicale, il est très fréquent, notamment chez l’enfant, que l’anémie soit d’origine multifactorielle ce qui justifie des approches thérapeutiques « pragmatiques » (traitements antiparasitaires + supplémentation, par exemple).

Anémies parasitaires

Il s’agit principalement du paludisme : l’anémie est de type hémolytique, souvent accompagnée d’une leuconeutropénie et d’une thrombopénie. C’est surtout le contexte clinique (accès fébrile) et la mise en évidence du parasite, ainsi que le lieu de séjour, qui permettent d’effectuer le diagnostic.

L’infection par les ankylostomes, helminthes intestinaux très répandus en zone tropicale, réalise une spoliation sanguine qui se traduit par une anémie hypochrome et microcytaire, généralement bien tolérée, parfois grave si elle survient sur un enfant carencé et hébergeant de fortes charges parasitaires. La mise en évidence d’oeufs dans les selles fait le diagnostic.

D’autres diagnostics sont beaucoup plus rares (formes sud-américaines de bartonellose) ou non strictement spécifi ques des zones tropicales (bothriocéphalose).

Anémies carentielles

Anémies par carence en fer

Elles surviennent chez les sujets résidant dans les zones tropicales et touchent préférentiellement les enfants et les femmes (notamment pendant la grossesse). Ce sont des anémies hypochromes et microcytaires, diagnostiquées par le dosage du fer sérique, ou mieux de la ferritine couplé à celui d’une protéine de l’inflammation (CRP). Elles sont corrigées par l’apport de fer et la diversification de l’alimentation, et par le traitement éventuel de la cause (ankylostomose, hémorragies).

Anémies par carence en acide folique (vitamine B9)

Elles sont également fréquentes comme carences d’apport, particulièrement chez les enfants et les femmes enceintes en Afrique intertropicale et en Inde, mais aussi à la suite d’affections gastro-intestinales ( sprue tropicale, syndromes de malabsorption).

Tableau 10.1 Principales causes d’anémie tropicale

Tableau 10.1 Principales causes d’anémie tropicale. Les causes « universelles » d’anémie ne sont pas évoquées ici.

Ces anémies peuvent être aggravées par la prise de médicaments antifoliques ou antifoliniques (pyriméthamine) utilisés dans le traitement du paludisme. Ce sont des anémies macrocytaires mégaloblastiques diagnostiquées par le dosage de l’acide folique dans le sang. Le traitement repose sur la supplémentation en acide folique.

D’autres carences en micronutriments ont également été impliquées dans la survenue d’anémies : vitamine A, vitamine B6 ou vitamine B12 (bothriocéphalose).

Anémies génétiques

Hémoglobinopathies

Elles constituent la principale cause d’anémie héréditaire dans les zones tropicales.

La drépanocytose est caractérisée par la présence d’une hémoglobine anormale (S) responsable de la déformation des hématies en faux. Du fait de leur rigidité, la viscosité sanguine augmente, en occasionnant des thromboses, mais aussi une hémolyse due à leur fragilité accrue. Elle touche essentiellement les Noirs africains en zone intertropicale et leurs descendants émigrés aux États-Unis et aux Antilles. Cette maladie, dont la persistance est attribuée à une protection contre le paludisme, est transmise sur un mode autosomique codominant et s’exprime soit :

  • Sous forme homozygote cliniquement grave (souvent létale avant l’âge adulteen zone tropicale), dans un tableau de crises vaso-occlusives douloureuses et d’hémolyse sévère sur fond d’hémolyse chronique ;
  • Sous forme hétérozygote asymptomatique, n’entraînant en général pas d’anémie. Les facteurs déclenchants sont souvent une hypoxie ou une déshydratation. Des infections bactériennes sont souvent associées à la drépanocytose du fait d’une exclusion fonctionnelle de la rate et de foyers d’infarcissement viscéraux post-thromboses.

D’autres hémoglobinopathies plus rares ( hémoglobinoses C en Afrique, D en Inde, E en Asie du Sud-Est) peuvent entraîner sous leur forme homozygote des syndromes anémiques discrets.

Le diagnostic des hémoglobinopathies se fait par électrophorèse de l’hémoglobine ou chromatographie (HPLC par échange de cations). Il n’existe pas de traitement spécifi que, mais une amélioration importante de la qualité de vie des drépanocytaires homozygotes dans les pays industrialisés a été obtenue par une prise en charge adéquate des épisodes infectieux (antibiothérapie) et des crises vaso-occlusives (remplissage vasculaire, analgésiques, hydroxyurée).

Thalassémies

Elles sont caractérisées par un déficit de synthèse d’une ou plusieurs chaînes polypeptidiques (ou) de l’hémoglobine, entraînant la formation d’hémoglobines anormales (A2 ou F remplaçant l’hémoglobine A dans les  -thalassémies, Bart’s ou H dans les  -thalassémies). Transmises sous forme autosomique codominante (thalassémies) ou plus complexe (  -thalassémies), elles ont une expression clinique très variable selon le nombre de gènes touchés. Elles affectent de très nombreuses populations, essentiellement dans le Bassin méditerranéen, l’Extrême-Orient et l’Afrique subsaharienne pour les  -thalassémies, alors que les thalassémies sont particulièrement répandues en Asie. Elles réalisent des tableaux d’anémie hypochrome microcytaire, avec de nombreuses anomalies morphologiques des globules rouges dans le cas des thalassémies majeures. Le diagnostic se fait par électrophorèse de l’hémoglobine ou par chromatographie.

Le traitement repose sur les transfusions sanguines et les chélateurs du fer (pour éviter une hémosidérose).

Déficit en G6PD

Les déficits enzymatiques héréditaires, dont le plus répandu est le défi cit en G6PD (glucose 6-phosphate déshydrogénase), touchant environ 450 000 personnes en France, sont également responsables d’anémies hémolytiques le plus souvent aiguës, le risque étant proportionnel à l’intensité du défi cit enzymatique. Cette affection héréditaire liée au sexe (gène porté par le chromosome X) est extrêmement fréquente, surtout répandue chez les sujets noirs (Afrique, États-Unis), mais également dans les pays du pourtour méditerranéen, du Moyen-Orient et dans certaines zones d’Extrême-Orient. Les accès d’hémolyse fébrilesont presque toujours consécutifs à la prise d’un médicament oxydant (dont les sulfamides et la primaquine). L’anémie, d’expression variable selon les sujets, est de type hémolytique, normochrome et régénérative. Lors des crises aiguës, on peut trouver des corps de Heinz caractéristiques dans les hématies, mais c’est la mesure de l’activité enzymatique (spot test de Beutler) qui établit définitivement le diagnostic. Il convient avant tout d’éviter les substances susceptibles de déclencher les crises d’hémolyse.

Pour en savoir plus

Tolentino K, Friedman JF. An update on anemia in less developed countries. Am J Trop Med Hyg 2007 ; 77 (1) : 44-51. Kohne E. Hemoglobinopathies : clinical manifestations, diagnosis, and treatment. Dtsch Arztebl Int 2011 ; 108 (31-32) : 532-40.

Hyperéosinophilie

Olivier Bouchaud

L’hyperéosinophilie, qui se définit par un compte de polynucléaires éosinophiles supérieur à 500/mm3 , est un motif de consultation courant dans le cadre de la médecine tropicale d’importation. S’il faut garder à l’esprit qu’une origine non parasitaire est évidemment possible (cf. infra ), la recherche d’une helminthose (les protozooses, à l’exception de la toxoplasmose, n’entraînent pas d’hyperéosinophilie) dans un contexte de séjour en zone tropicale doit être un réflexe.

La découverte d’une hyperéosinophilie se fait soit dans un contexte clinique évocateur (primo-invasion ou phase d’état), soit de façon fortuite (parasitose asymptomatique). Dans le cadre des helminthoses, le raisonnement étiologique s’organise principalement autour du niveau de l’hyperéosinophilie : lorsqu’elle est élevée (en règle, supérieure à 1 500 ou 2 000/mm3 avec dans certains cas des valeurs allant jusqu’à 8 000 et plus), cela traduit a priori une infection au stade de primo-invasion (en règle, dans les 6 à 8 semaines suivant l’infestation), le nombre de polynucléaires éosinophiles étant d’autant plus élevé que le parasite en stade larvaire a un cycle tissulaire profond ( ascaridiose, schistosomose, trichinellose, toxocarose, etc.). Une fois le parasite parvenu au stade adulte (phase d’état), l’éosinophilie baisse progressivement jusqu’à des niveaux entre 500 et 1 000/mm3 , voire jusqu’à une éosinophilie normale ( < 500/mm3 ) même si le parasite est toujours présent.

Conduite à tenir devant une hyperéosinophilie. (1) Principales étiologies non parasitaires des hyperéosinophilies : a. allergie/atopie ; b. hémopathies malignes et néoplasies/syndromes paranéoplasiques (poumon, rein, estomac, utérus, etc.) ; c. maladies auto-immunes (polyarthrite rhumatoïde, périartérite noueuse, angéite, sclérodermie, etc.) et MICI (maladie de Crohn, rectocolite hémorragique) ; d. médicamenteuses ; e. hépatites virales chroniques et maladies infectieuses (VIH, etc.). (2) Peut aller jusqu’à 8 000/mm3 et plus dans les helminthoses à cycle tissulaire profond ou les syndromes de larvamigrans viscéral. (3) Associe diversement : fièvre, prurit, érythème cutané, urticaire, douleurs abdominales, toux sèche ± dyspnée, etc. (4) Filariose (réaction croisée avec les nématodoses digestives), schistosomoses, toxocarose, trichinellose, distomatose, cysticercose, hydatidose. (5) Si suspicion de loase (séjour au Cameroun ou bloc forestier centrafricain ; prélèvement vers midi) ou de filariose lymphatique (prélèvement en milieu de nuit). (6) Si suspicion d’onchocercose.

Figure 10.1 Conduite à tenir devant une hyperéosinophilie.

Il est donc important de surveiller la cinétique de l’hyperéosinophilie, a fortiori après traitement. Au stade de primoinvasion, seules les sérologies (deux examens à 2 ou 3 semaines d’intervalle pour objectiver au mieux la séroconversion ou l’ascension significative – au moins deux dilutions – des anticorps) peuvent conduire au diagnostic. À ce stade, la recherche d’œufs ou de larves à l’examen direct est inutile puisque la ponte par les parasites adultes n’a pas encore débuté. La figure 10.1 synthétise la conduite à tenir.

(1) Principales étiologies non parasitaires des hyperéosinophilies : a. allergie/atopie ; b. hémopathies malignes et néoplasies/syndromes paranéoplasiques (poumon, rein, estomac, utérus, etc.) ; c. maladies auto-immunes (polyarthrite rhumatoïde, périartérite noueuse, angéite, sclérodermie, etc.) et MICI (maladie de Crohn, rectocolite hémorragique) ; d. médicamenteuses ; e. hépatites virales chroniques et maladies infectieuses (VIH, etc.). (2) Peut aller jusqu’à 8 000/mm3 et plus dans les helminthoses à cycle tissulaire profond ou les syndromes de larvamigrans viscéral. (3) Associe diversement : fièvre, prurit, érythème cutané, urticaire, douleurs abdominales, toux sèche ± dyspnée, etc. (4) Filariose (réaction croisée avec les nématodoses digestives), schistosomoses, toxocarose, trichinellose, distomatose, cysticercose, hydatidose. (5) Si suspicion de loase (séjour au Cameroun ou bloc forestier centrafricain ; prélèvement vers midi) ou de filariose lymphatique (prélèvement en milieu de nuit). (6) Si suspicion d’onchocercose.

Pancytopénie

Paul-Henri Consigny

Une pancytopénie associe une leucopénie (leucocytes < 4 000/mm3), avec neutropénie (polynucléaires neutrophiles < 1 500/mm 3 ), une anémie (hémoglobine < 12 g/dL) et une thrombopénie (plaquettes < 150 000/mm3 ).

La démarche diagnostique devant une pancytopénie ne se fait qu’au regard du contexte clinique qui a motivé la réalisation de la NFS (signes cliniques, anamnèse, épidémiologie) : rarement de découverte fortuite, elle l’est plutôt à l’occasion d’un bilan de syndrome fébrile, d’adénopathies, de splénomégalie, de syndrome anémique (pâleur, asthénie) ou thrombopénique (hémorragies) au retour d’un voyage, éventuellement à distance de ce dernier. Dans ce cadre, les étiologies infectieuses sont prépondérantes, devant les causes hématologiques et médicamenteuses.

Devant une pancytopénie vraie :

  • Il convient tout d’abord d’éliminer une origine périphérique (hyperdestruction périphérique des trois lignées), en particulier un paludisme (paludisme sévère, paludisme viscéral évolutif) ;
  • Si cette dernière est éliminée, la cause est centrale (défaut de production des trois lignées), d’origine infectieuse, hématologique, néoplasique, ou médicamenteuse, et nécessite une exploration médullaire : myélogramme, myélocultures, particulièrement en contexte infectieux (syndrome fébrile), voire biopsie médullaire, en cas de moelle pauvre, afin de voir l’architecture médullaire.

Les principales causes de pancytopénie sont rapportées dans le tableau 10.2 .

Elles n’incluent pas les cytopénies combinées mais d’origine multiple.

Tableau 10.2 Principaux diagnostics à évoquer devant une pancytopénie au retour d’un voyage

Tableau 10.2 Principaux diagnostics à évoquer devant une pancytopénie au retour d’un voyage

Tableau 10.2 Principaux diagnostics à évoquer devant une pancytopénie au retour d’un voyage (suite)

Tableau 10.2 Principaux diagnostics à évoquer devant une pancytopénie au retour d’un voyage (suite)

Diagnostic parasitologique direct et examens sérologiques

Paul-Henri Consigny

Diagnostic parasitologique direct

Examen parasitologique du sang

Il est indiqué principalement dans le diagnostic du paludisme, mais peut s’avérer utile dans d’autres infections parasitaires à protozoaires (mise en évidence de Babesia , de trypanosomes voire de leishmanies), à métazoaires (mise en évidence de microfilaires sanguicoles : Loa loa , filaires lymphatiques, Mansonella , etc.), voire de certaines infections bactériennes (borrélioses récurrentes, ehrlichiose). Il repose sur le frottis sanguin et la goutte épaisse. Les tests rapides pour le paludisme ne permettent pas un authentique diagnostic direct, car ils ne mettent en évidence qu’un antigène parasitaire (HRP 2 : Histidine Rich Protein 2 , etc.) ou une enzyme parasitaire (LDH : lactate-déshydrogénase, etc.).

Diagnostic du paludisme

Frottis sanguin- goutte épaisse

Le frottis et la goutte épaisse se pratiquent sur un prélèvement sanguin veineux ou capillaire (au niveau d’un doigt).

Le frottis mince correspond à un étalement monocouche coloré au May-Grünwald-Giemsa (MGG), les structures des éléments figurés du sang et des parasites étant conservées. La goutte épaisse correspond, elle, à une technique de concentration aboutissant à un frottis « épais » coloré au MGG après hémolyse, ne permettant plus de visualiser les structures cellulaires, les parois cellulaires ayant été lysées : ce dernier est donc d’interprétation souvent plus délicate, si l’œil n’est pas entraîné, mais a l’intérêt de détecter des parasitémies faibles non identifiées sur le frottis.

Tableau 10.3 Principales caractéristiques différentielles des différentes espèces plasmodiales sur un frottis sanguin

Tableau 10.3 Principales caractéristiques différentielles des différentes espèces plasmodiales sur un frottis sanguin

Ces deux techniques sont indiquées en première intention et en urgence dans la présomption diagnostique du paludisme, permettant un diagnostic positif et, plus facilement pour le frottis mince, un diagnostic d’espèce, selon l’aspect microscopique observé, ainsi qu’une quantification de la parasitémie. Les principales caractéristiques de chaque espèce sont rapportées dans le tableau 10.3.

Tableau 10.3 Principales caractéristiques différentielles des différentes espèces plasmodiales sur un frottis sanguin (suite)

Tableau 10.3 Principales caractéristiques différentielles des différentes espèces plasmodiales sur un frottis sanguin (suite)

Tests de diagnostic rapide du paludisme (TDR)

Ils regroupent deux types de tests :

  • Un test basé sur l’affinité de l’acridine orange pour l’ADN parasitaire, mise ensuite en évidence par fluorescence aux ultraviolets, sur sang centrifugé sur tube capillaire : le QBC ( Quantitative Buffy Coat) . Il permet un diagnostic positif mais pas un diagnostic d’espèce. La fluorescence observée correspond aux acides nucléiques parasitaires intra-érythrocytaires, les hématies non parasitées étant exemptes d’acides nucléiques. Cette technique a tendance à être abandonnée ;
  • Des tests basés sur la recherche d’un ou plusieurs antigènes parasitaires, par bandelettes immunochromatographiques : ils utilisent soit l’antigène HRP 2, spécifique de Plasmodium falciparum , soit la pLDH ( Plasmodium lactatedéshydrogénase), soit l’aldolase. Ils permettent un diagnostic rapide, positif et d’espèce pour certains d’entre eux, à l’exception des infections mixtes. Sur le terrain, les limites des tests antigéniques sont la persistance des antigènes parasitaires jusqu’à quelques semaines après le traitement pour ceux basés sur l’HRP 2, et une sensibilité insuffisante pour ceux non basés sur l’HRP 2. Les principales caractéristiques de ces antigènes sont notées dans le tableau 10.4.

Tableau 10.4 Tests de diagnostic rapide du paludisme

Tableau 10.4 Tests de diagnostic rapide du paludisme

Tableau 10.4 Tests de diagnostic rapide du paludisme (suite)

Tableau 10.4 Tests de diagnostic rapide du paludisme (suite)

Tests de diagnostic rapide du paludisme (TDR)

Sensibilité des différentes techniques

Dans le paludisme, le seuil de détection de ces différentes techniques est de :

  • Frottis mince : 100 à 300 HPM (hématies parasitées/mm 3 ) ;
  • Goutte épaisse : 5 à 20 HPM ;
  • Bandelettes réactives détectant des antigènes plasmodiaux : environ 100 HPM (la positivité à partir de 10 HPM est possible, mais avec une spécificité bien moindre) ;
  • QBC : 0,1 à 1 HPM.

Diagnostic d’autres affections parasitaires ou bactériennes

Si le frottis sanguin et la goutte épaisse permettent prioritairement de faire le diagnostic de paludisme, ils sont aussi très utiles pour mettre en évidence d’autres parasites sanguins, qu’il s’agisse de protozoaires (trypanosomes Babesia) ou de métazoaires (microfilaires sanguicoles), des bactéries spiralées responsables des borrélioses récurrentes (Borrelia) voire certaines inclusions intraleucocytaires spécifiques de certaines ehrlichioses (« morulae » : amas de bactéries intracytoplasmiques).

Le prélèvement doit avoir lieu en période fébrile pour les trypanosomes, Babesia et Borrelia , ou conformément à la rythmicité d’émission des microfilaires selon la filariose suspectée (prélèvement à minuit dans la filariose lymphatique à Brugia malayi et Wuchereria bancrofti , à midi dans la loase).

Ces parasites ou bactéries peuvent tous être mis en évidence par frottis mince (ou épais) coloré au MGG, ou par un examen à l’état frais entre lame et lamelle, pour les parasites ou bactéries mobiles (microfilaires, trypanosomes, Borrelia ). Pour améliorer la rentabilité de l’examen, une centrifugation est souvent nécessaire au préalable. De même, une leucoconcentration sera nécessaire pour visualiser des leishmanies intraleucocytaires dans le contexte d’une leishmaniose viscérale.

Le QBC permet de mettre en évidence ces différents parasites et bactéries, ces derniers étant aussi pourvus d’acides nucléiques.

Examen parasitologique des selles

Il se décompose en plusieurs étapes :

  • Examen macroscopique, permettant de mettre en évidence des helminthes adultes de grande taille (ascaris, oxyures, anneaux de ténias ).
  • Examen microscopique direct :

    • Àl’état frais, indiqué particulièrement pour les parasites mobiles et pour apprécier la vitalité de certains œufs,
    • Après coloration pour mettre en évidence et identifier les kystes de protozoaires et les œufs d’helminthes, voire certains protozoaires, qui exigent des colorations spéciales ;
  • Examen microscopique après concentration : méthodes de concentration, souvent nécessaires pour bien mettre en évidence les kystes, œufs et larves, ceux-ci étant souvent excrétés de façon intermittente.
  • Examen direct

    Pratique

    Il se pratique à l’état frais, sur des selles fraîchement émises si possible dans l’heure précédente (prélèvement au laboratoire + +), en diluant un petit fragment de selle dans une goutte de sérum physiologique, et en l’examinant entre lame et lamelle.

    Il permet de retrouver les formes parasitaires mobiles, comme les formes végétatives d’amibe ou de Giardia , d’apprécier la vitalité de certains œufs (schistosomes), mais aussi de mettre en évidence les kystes de protozoaires, les œufs voire les larves d’helminthes, s’ils sont assez nombreux. Il permet par ailleurs de quantifier les leucocytes et hématies, de visualiser des cristaux de Charcot-Leyden.

    Les colorations les plus employées sont :

    • La coloration au lugol, particulièrement utile pour identifier les protozoaires, surtout les amibes (coloration en brun des vacuoles et noyaux des protozoaires) ;
    • La coloration au MIF (merthiolate-iode-formol), dans la même indication ;
    • La coloration de Ziehl-Neelsen modifiée, pour mettre en évidence les cryptosporidies (mais aussi les Cyclospora et Isospora ).

    Il est aussi possible de mettre en évidence les œufs d’oxyure ou de Ténia par un scotch test anal (ou test de Graham), par examen direct du scotch sur une lame.

    Les différents œufs, kystes et formes végétatives

    Pour les protozoaires, l’examen direct permet de distinguer les différentes formes végétatives et kystiques : le tableau 10.5 récapitule les caractéristiques des principaux protozoaires retrouvés.

Tableau 10.5 Caractéristiques des principaux protozoaires digestifs à l’examen direct

Tableau 10.5 Caractéristiques des principaux protozoaires digestifs à l’examen direct

Tableau 10.6 Mode d’identifi cation des principaux oeufs d’helminthes

Tableau 10.6 Mode d’identification des principaux oeufs d’helminthes

L’examen direct permet aussi de mettre en évidence les oeufs d’helminthes : l’identification des principaux se fait selon un mode résumé dans le tableau 10.6 , prenant en compte la taille, la forme, les caractéristiques morphologiques de l’œuf.

Techniques de concentration

Elles sont destinées à enrichir le prélèvement à analyser, afin d’augmenter le rendement de détection de kystes, d’œufs ou de larves d’helminthes, surtout en cas de pauci-infestation.

Méthode de concentration de Ritchie

Plusieurs techniques de concentration sont décrites, basées sur des méthodes physiques (sédimentation, flottation), diphasiques (séparation chimique en phase lipophile et hydrophile, et sédimentation) ou combinées.

La méthode de Ritchie est une méthode diphasique, utilisant le formol et l’éther. Après obtention d’une émulsion contenant les selles diluées et les réactifs, est effectuée une centrifugation. La lecture microscopique se fait sur le culot de centrifugation, où sont concentrés les parasites, les résidus fécaux ayant été dissous. Les résultats obtenus sont similaires à ceux de l’examen direct, avec une concentration des kystes et œufs.

D’autres techniques diphasiques sont largement utilisées, comme la méthode de Bailenger (utilisant de l’acétate) ou de MIF-concentration (utilisant le MIF).

Méthode de concentration de Baermann

La méthode d’extraction de Baermann est destinée à mettre en évidence des larves d’anguillules (Strongyloïdes stercoralis) , mais elle peut aussi mettre en évidence d’autres larves d’helminthes, comme les larves rhabditoïdes d’ankylostomes.

Cette technique repose sur l’hygrotropisme et le thermotropisme des larves.

La selle est déposée dans une passoire, sur de la gaze, elle-même dans un entonnoir relié à un tuyau fermé dont le fond est rempli d’eau chaude, où se rendent les larves en 1 à 4 heures. Après cette durée, le tuyau est ouvert, l’eau récupérée, centrifugée et le culot est examiné.

Examen parasitologique des urines

La recherche s’effectue sur les urines du matin ou émises après un effort (marche, sautillement, etc.), voire sur toutes les urines de la journée (dont on recueille le dépôt). Les urines obtenues sont centrifugées et le culot analysé de façon directe, afin de visualiser les œufs et leur viabilité.

Il permet surtout la détection d’œufs de Schistosoma haematobium mais il peut parfois mettre en évidence des microfi laires en cas de chylurie (pour W. bancrofti ) ou après prise de Notézine ® (pour toutes les filaires), voire des protozoaires (Trichomonas vaginalis) .

Examen mycologique

Il repose sur l’examen direct et la culture. Ces deux examens sont indissociables pour obtenir l’identification précise de l’agent fongique.

Examen direct

L’examen direct peut se faire à l’état frais, ou après adjonction d’éclaircissant (ex. : potasse ou lactophénol pour les cheveux, squames, poils, ongles) et/ou coloration (Giemsa ; Grocott, principalement pour les prélèvements biopsiques).

Il permet de noter la morphologie du champignon (levures et/ou filaments, ± spores ; caractéristiques des filaments : septés ? fins ?, etc.) et d’évaluer la quantité d’éléments fongiques dans le prélèvement.

Cet examen direct est particulièrement intéressant dans le diagnostic des teignes du cuir chevelu, permettant de différencier les aspects de parasitisme des cheveux, selon la disposition des filaments et des spores au niveau du cheveu infesté :

  • Endothrix (T. tonsurans, T. soudanense) : nombreuses chaînes de grosses spores remplissant le cheveu ;
  • Endo-ectothrix :

    • Microsporique (Microsporum) : rares filaments à l’intérieur du cheveu, agglomérat de petites spores en surface,
    • Microïde (T. mentagrophytes) : quelques filaments à l’intérieur du cheveu, petites spores en surface,
    • Mégaspore (T. verrucosum) : filaments à l’intérieur du cheveu, grosses spores en surface ;
  • Favique (T. schoenleinii) : nombreux filaments dans le poil, filaments mycéliens enchevêtrés au niveau des godets.

Culture

La culture sur milieu de Sabouraud, éventuellement modifié (pour éliminer les contaminants bactériens ou fongiques), ou sur milieux spéciaux enrichis, permet de préciser l’espèce en cause, en évaluant les caractéristiques macroscopiques (aspect des colonies, etc.) et microscopiques de la culture.

Méthodes sérologiques

De multiples techniques sont utilisées en sérologie parasitaire, plus ou moins standardisées.

Sérologies parasitaires des protozooses

Amoebose

La sérologie amibienne est indiquée pour le diagnostic d’amoebose tissulaire et n’a pas d’indication dans le diagnostic de l’amoebose intestinale, où la recherche d’amibes dans les selles est la référence. En cas de négativité du premier prélèvement, un deuxième doit être effectué 10-15 jours plus tard, même après traitement, pour la certitude diagnostique. D’authentiques amoeboses tissulaires ont été observées avec des sérologies restant négatives. Plusieurs techniques sont utilisées :

  • L’immunofluorescence indirecte (IFI) : cette technique utilise comme antigène des amibes Entamoeba histolytica (E.h.) dérivées de cultures ; elle se positive précocement, son seuil de positivité pour l’amoebose tissulaire est de 200, avec une sensibilité très élevée ; elle peut s’avérer positive au cours de l’amoebose intestinale (ou avec des amibes non pathogènes), mais le plus souvent à des taux faibles (50-100). Elle permet de suivre l’efficacité thérapeutique, le taux s’élevant après traitement pour redescendre après 3 mois et se négativer environ en 1 an ;
  • L’hémagglutination passive : elle utilise des hématies humaines sensibilisées par un antigène d’ E.h. ; elle est considérée comme spécifique à un seuil supérieur au 1/128e ; elle persiste plusieurs années après le traitement, ne permettant pas de suivi thérapeutique ; sa sensibilité est de 90 % dans l’amoebose tissulaire ;
  • Les autres techniques : immunoélectrophorèse (technique de grande spécificité, permettant de suivre l’évolution sous traitement, avec l’apparition d’un arc « post-thérapeutique », qui disparaît ensuite progressivement) ; électrosynérèse; ELISA ( Enzyme-Linked Immunosorbent Assay, latex (utilisés en dépistage et permettant un diagnostic d’urgence).

Paludisme

La sérologie du paludisme n’a pas sa place dans le diagnostic de l’accès palustre aigu, dans la mesure où les techniques de mise en évidence directe donnent un diagnostic beaucoup plus rapide, et où elle ne permet pas de différencier une infection en cours d’un paludisme ancien. Son intérêt réside dans le diagnostic rétrospectif éventuel, en particulier dans les formes très peu parasitémiques, dans le dépistage chez les donneurs de sang et dans les études épidémiologiques. Mais en pratique clinique, elle est surtout indiquée dans certaines splénomégalies chroniques suspectes d’origine palustre (paludisme viscéral évolutif, splénomégalie palustre hyperréactive), où les titres sont très élevés.

Elle repose principalement sur deux techniques :

  • L’IFI, technique la plus employée : elle utilise des antigènes plasmodiaux de P. falciparum ; les anticorps apparaissent 15 à 21 jours après l’infestation pour atteindre un maximum à 1 à 2 mois et redescendre ensuite progressivement ; il n’existe pas de spécificité vraie d’espèce en sérologie et le test basé sur l’utilisation d’antigènes de P. cynomolgi , un plasmodium simien analogue de P. vivax , n’est plus fait en routine ; la limite de spécificité de l’IFI se situe entre 1/20e  et 1/40e , mais seuls des taux supérieurs ou égaux au 1/80esignent un accès récent ;
  • L’ELISA : basée sur des antigènes somatiques, sa spécificité est proche de l’IFI, mais sa sensibilité serait un peu moindre.

Toxoplasmose

La sérologie de la toxoplasmose permet de poser un diagnostic de toxoplasmose aiguë récente ou ancienne. Elle repose sur de multiples techniques, dont les résultats peuvent être uniformisés par la quantification en unités internationales : le seuil de protection est évalué à 10 UI/mL pour les méthodes immunoenzymatiques.

Les principales méthodes disponibles sont l’IFI, l’agglutination directe, l’agglutination au latex, l’hémagglutination, le Dye-test (qui utilise comme antigène des toxoplasmes vivants), l’ELISA (mesure les IgG, IgM et IgA), l’ISAGA ( Immunosorbent Agglutination Assay : mesure les IgM, IgA et IgE), l’ELIFA ( Enzyme-Linked Immunofi ltration Assay : mesure les IgG, IgM, IgA et IgE) et le Western Blot.

Figure 10.2 Conduite à tenir devant une sérologie toxoplasmique positive pendant la grossesse.

Figure 10.2 Conduite à tenir devant une sérologie toxoplasmique positive pendant la grossesse.

Lors de la primo-infestation, la sérologie se positive en IgA puis en IgM dans les premiers jours. Les IgM atteignent leur maximum en 2-4 semaines, et persistent en général 3 à 6 mois. Les IgG apparaissent au 12e -15e jour, atteignent leur maximum en 2 mois, puis restent durablement positives.

Le diagnostic d’infection aiguë repose sur la séroconversion ou l’ascension significative du titre d’IgG. En cas de doute sur une infection récente, un test d’avidité des IgG peut être effectué : des IgG de haute avidité signent une infection datant de plus de 3-4 mois.

L’algorithme décisionnel en cas de découverte d’une sérologie positive pendant la grossesse est récapitulé sur la figure 10.2 . En cas de toxoplasmose documentée au cours de la grossesse, il convient de rechercher une infection fœtale, d’autant plus fréquente que l’infection maternelle est tardive. Ce diagnostic peut se faire en anténatal par amniocentèse à partir de la 14esemaine de grossesse (par PCR, culture cellulaire ou inoculation à l’animal), ou à la naissance par diagnostic direct (recherche de parasite dans le sang de cordon ou le placenta) ou indirect, par Western Blot ou ELIFA (recherche d’IgM ou d’IgA, qui ne passent pas la barrière foetoplacentaire : les IgA ont une spécificité excellente [99 %] et une sensibilité supérieure aux IgM en cas de toxoplasmose congénitale). Après la naissance, la contamination est exclue si les anticorps disparaissent en moins de 10 mois, alors qu’une réascension des IgG signe l’infection.

Trypanosomoses1

La sérologie des trypanosomoses obéit à des impératifs différents selon la pathologie considérée.

Pour la trypanosomose humaine africaine (THA), il s’agit avant tout d’aboutir à un diagnostic de certitude compte tenu de la gravité de la maladie et de la mauvaise tolérance des médicaments. L’objectif recherché est d’optimiser la sensibilité et la spécifi cité, aboutissant dans les zones d’endémie au développement de véritables stratégies diagnostiques, recourant successivement à une méthode sérologique très sensible puis à la mise en évidence du parasite.

Sur le terrain, le test de dépistage le plus utilisé est une méthode d’agglutination sur carte (CATT) qui aboutit à un diagnostic de présomption de Trypanosoma b. gambiense . Les techniques d’immunofl uorescence indirecte et d’ELISA sont moins utilisées. Dans les centres hospitaliers occidentaux, la PCR sur liquide céphalo-rachidien semble l’examen de référence pour le diagnostic de THA en cas de faible parasitémie.

La maladie de Chagas pose un problème particulier en raison de l’immigration de sujets infectés en provenance des pays latino-américains. Même en l’absence du vecteur, la maladie peut en effet se transmettre par voie verticale (femmes enceintes), par voie sanguine (donneurs de sang, toxicomanes) ou par l’intermédiaire de greffes d’organes. La sérologie est donc très importante pour dépister de tels sujets qui n’hébergent pas le parasite de manière patente. Les trois techniques les plus utilisées sont l’hémagglutination indirecte, l’immunofluorescence et la méthode ELISA (à partir d’antigènes natifs ou recombinants). Cette dernière technique semble la plus fi able. D’autres méthodes plus performantes (radio-immunoprécipitation, immunoblot) sont en cours de validation, et la PCR semble également prometteuse pour la surveillance de l’évolution de la maladie (ou de sa réactivation chez les sujets immunodéprimés).

1 . Par Michel Cot.

Sérologies parasitaires des helminthoses

Les sérologies parasitaires utilisées dans les helminthoses sont hétérogènes, basées sur des antigènes plus ou moins standardisés : la plupart des méthodes de dépistage présentent des réactions croisées multiples entre les différents helminthes, rendant leur interprétation régulièrement délicate, et justifient donc le plus souvent l’utilisation d’une autre méthode plus spécifique en confirmation.

Anguillulose ( strongyloïdose)

La place de la sérologie est ici limitée, car le diagnostic de l’anguillulose repose tout d’abord sur la mise en évidence de larves dans les selles par des méthodes de concentration. Ces dernières n’étant pas complètement sensibles, la sérologie peut trouver sa place dans le diagnostic des infestations faibles.

Elle repose sur des techniques de dépistage (IFI, ELISA) se basant sur des antigènes de Strongyloides stercoralis ou de S. ratti , de bonne sensibilité (meilleure que la recherche de parasites dans les selles), mais de spécifi cité très variable (70 à 95 % selon les études) : à ce titre sont observées des réactions croisées avec d’autres nématodes (ascaris, ankylostomes, filaires) ou avec des trématodes (douves, schistosomes).

Elle reste positive pendant plusieurs années, ce qui n’en fait pas un examen de suivi de la guérison après traitement.

Bilharzioses ( schistosomoses)

L’intérêt de la sérologie réside principalement dans le diagnostic d’une bilharziose en phase de primo-invasion, quand le diagnostic parasitologique direct n’est pas encore possible. Elle permet aussi un diagnostic en phase d’état (sans permettre de diagnostic d’espèce), particulièrement quand la mise en évidence directe d’oeufs s’avère peu concluante chez un patient par ailleurs non polyparasité.

Les techniques utilisées en routine en France reposent sur l’utilisation d’antigènes de Schistosoma mansoni , en raison des communautés antigéniques nombreuses entre les différentes espèces (la performance de ces sérologies reste cependant faible dans les schistosomoses asiatiques) :

  • L’IFI : technique très sensible, mais spécifi que pour des taux supérieurs ou égaux au 1/200e; les anticorps apparaissent environ 3 à 6 semaines après l’infestation ; le taux augmente rapidement après traitement, pour diminuer ensuite lentement et se négativer en 12-15 mois, ce qui permet un suivi thérapeutique.

La persistance d’une sérologie fortement positive 6 mois après le traitement signe le plus souvent un échec ;

  • L’hémagglutination : technique sensible (60 à 90 % selon le stade et l’espèce en cause) ; un taux d’anticorps supérieur ou égal au 1/320e est considéré comme significatif ; après traitement, le taux d’anticorps augmente moins systématiquement et se négative plus lentement après guérison ;
  • D’autres techniques sont possibles : ELISA et agglutination au latex en dépistage, immunoélectrophorèse (mise en évidence d’arcs spécifi ques : arc 4 spécifique du genre Schistosoma , arc 8 spécifique de l’espèce S. mansoni ), électrosynérèse et Western Blot en méthode de confirmation.

Cysticercose

La sérologie est à la base du diagnostic de cysticercose avec l’imagerie. La positivité de la sérologie est durable, sans constituer un marqueur de viabilité des cysticerques, et s’observe plus volontiers dans les cysticercoses récentes que dans les anciennes (formes calcifi ées). La sensibilité est de 50-80 % toutes formes confondues mais va jusqu’à 90 % pour les formes actives.

La technique de dépistage est principalement l’ELISA (basée sur des antigènes de larve de Tenia solium ), insuffi samment spécifi que cependant (croisement avec d’autres cestodoses : hydatidose, téniases, cénuroses, etc.), la confirmation étant obtenue par immunoempreinte.

En cas de neurocysticercose, il est important d’étudier simultanément le taux sanguin et le taux dans le liquide cérébrospinal, ce dernier étant plus souvent positif que le sérum.

Distomatose

Elle permet un diagnostic en phase d’invasion, avec une bonne sensibilité (entre 90 et 95 % pour la fasciolose) mais aussi en phase d’état, car la mise en évidence d’oeufs dans les selles est inconstante.

Elle associe le plus souvent une technique quantitative (hémagglutination, IFI, ELISA) et une technique de précipitation (immunoélectrophorèse, électrosynérèse, Western Blot), afin de garantir une bonne sensibilité et une spécificitécorrecte. Elle utilise en général des antigènes de Fasciola hepatica , mais d’autres antigènes, plus spécifiques, peuvent être employés dans certaines indications(Paragonimus westermani).

Les techniques utilisées sont :

  • L’IFI : le seuil de positivité est de 1/10 e à 1/20 e , mais seul un taux d’au moins 1/40e est considéré comme significatif ; la spécificité est limitée par les réactions croisées entre distomatoses et avec les bilharzioses ou certaines cestodoses; elle se positive à partir de la 3 e semaine après l’infestation et le reste longtemps ;
  • L’hémagglutination : précoce, elle est considérée comme positive pour des taux supérieurs au 1/320e ; elle se négative plus rapidement que les autres techniques ;
  • L’ELISA : elle utilise des antigènes somatiques purifiés, présente une grande sensibilité et une bonne spécifi cité ; elle se positive dès la 2e semaine ;
  • L’immuno-électrophorèse ou l’électrosynérèse : l’existence de plusieurs arcs de précipitation, en particulier de l’arc 2 (spécifique de F. hepatica ), suffit à poser le diagnostic ; ces précipitines apparaissent dès la 2e semaine après l’infestation et disparaissent progressivement en plusieurs mois. La sensibilité est bonne, sauf dans les distomatoses anciennes. La confirmation peut aussi être obtenue par immunoempreinte (Western Blot), avec la mise en évidence de bandes spécifiques.

Avec ces différentes techniques, le titre des anticorps s’élève après traitement, atteignant un maximum après 6 semaines, pour décroître et disparaître en général en 8 à 12 mois.

Filarioses

La méthode de choix dans le diagnostic des fi larioses repose sur la mise en évidence directe (microfilarémie ou microfilarodermie), mais la sérologie peut être intéressante dans les formes amicrofilarémiques ou avec peu de microfilaires, sans cependant permettre de diagnostic d’espèce.

Les techniques les plus utilisées sont :

  • L’IFI, la plus fréquemment employée, basée sur des antigènes de Dipetalonema vitae (fi laire de hamster), dont le seuil de sensibilité est le 1/80e ; cependant, seuls les taux supérieurs ou égaux au 1/320e sont réellement à prendre en compte ; des techniques ELISA utilisant les mêmes antigènes sont aussi utilisées ;
  • L’immunoprécipitation (immunoélectrophorèse, électrosynérèse), qui complète l’IFI ; elle utilise un antigène somatique de filaire adulte (Onchocerca volvulus) ou des antigènes d’ascaris de porc ( Ascaris suum) . La localisation et l’aspect de l’arc peuvent être évocateurs d’une fi lariose spécifi que (notamment dans la loase). La sérologie n’est fortement positive que dans 50 % des filarioses lymphatiques et environ 70 à 90 % des loases et des onchocercoses. Cependant, c’est dans les formes a- ou paucimicrofi larémiques que la sérologie a le plus de chance d’être fortement positive. Des taux élevés peuvent s’observer avec les filaires non pathogènes (Mansonella) . Les réactions croisées avec d’autres nématodoses (ascaridiose, anguillulose, trichinose) sont fréquentes, voire avec d’autres helminthoses (hydatidose, fasciolose). Après traitement, la sérologie se négative dans l’année qui suit.

Hydatidose

La sérologie est la base du diagnostic positif de l’hydatidose, avec l’imagerie. De multiples techniques existent, utilisant des antigènes variés, purifiés (exemple: fraction antigénique 5, spécifique du genre Echinococcus ) ou non (liquide de kyste).

On utilise en première intention une technique de « débrouillage » :

  • L’hémagglution indirecte, de bonne sensibilité (70 à 90 % selon la localisation du kyste), mais de spécifi cité limitée : des réactions croisées sont observées avec d’autres helminthoses à ver plat (échinococcose, fasciolose, clonorchiose), sauf à des taux élevés, supérieurs au 1/320e;
  • L’IFI, de sensibilité et de spécifi cité équivalentes à l’hémagglutination indirecte; son seuil de positivité est le 1/100e;
  • L’ELISA, qui utilise la fraction 5, sensible et spécifi que. La sensibilité de ces différentes méthodes est de 50 à 70 % pour les localisations pulmonaires, de 80 à 95 % pour les localisations hépatiques.

La sérologie est souvent négative dans les « vieux kystes » calcifiés.

La confirmation peut être obtenue par :

  • Les réactions de précipitation (immunoélectrophorèse, électrosynérèse), qui sont plus spécifiques : elles mettent en évidence des anticorps antifraction antigénique 5 spécifiques du genre Echinococcus (réactions croisées avec la cysticercose) ; la présence de cet arc 5 et d’au moins 4 arcs de précipitation constitue une très forte présomption d’hydatidose ;
  • Le Western Blot, très spécifi que.

La sérologie permet aussi le suivi post-thérapeutique : si le taux peut augmenter dans les 2-3 mois après le traitement, la négativation est obtenue habituellement en 18-24 mois (après traitement radical). La persistance d’un taux élevé et surtout la réascension du taux 6-12 mois après traitement signent que ce dernier a été insuffisant.

Toxocarose ( larva migrans viscérale)

La sérologie de la toxocarose n’est suffi sante pour poser un diagnostic de larvamigrans viscérale que s’il existe un contexte épidémiologique et clinique évocateur.

Sa positivité isolée ne signe pas une toxocarose récente, en raison de la séroprévalence souvent élevée de cette parasitose.

Les méthodes sérologiques utilisées sont l’ELISA (avec des antigènes excrétéssécrétés de Toxocaracanis ) en dépistage, manquant de spécificité (réactions croisées avec d’autres nématodes : ascaris, filaires, anguillule), et le Western Blot en confirmation, mettant en évidence des bandes spécifiques de bas poids moléculaire (entre 24 et 35 kDa).

La recherche d’IgE spécifiques par ELISA serait un bon marqueur d’infestation évolutive, mais reste réservé à des centres spécialisés.

En cas d’atteinte oculaire, le dosage des anticorps dans l’humeur aqueuse peut s’avérer décisif, le dosage sérique étant souvent négatif.

Trichinellose

La sérologie constitue le pilier du diagnostic positif de la trichinellose.

Les techniques utilisées, relativement spécifiques, sont :

  • L’IFI, basée sur des antigènes de Trichinella spiralis et dont le seuil de positivité est le 1/100 e ;
  • L’ELISA, dont les anticorps suivent une cinétique proche de l’IFI ;
  • Le Western Blot, le plus spécifique.

La sérologie se positive souvent tardivement, après le 15 e jour de l’infestation, entre la 3e(50 % de positivité) et la 8esemaine (95 % de positivité). Il faut donc renouveler la sérologie après 2-4 semaines si le premier résultat est négatif. Ces anticorps persistent au minimum jusqu’au 9e mois après l’infestation.

Sérologie bactérienne : sérologie des tréponématoses

Les tests diagnostiques sont classiquement utilisés dans la syphilis, mais ils ne permettent en fait pas de différencier les tréponématoses entre elles ( syphilis vénérienne et tréponématoses non vénériennes).

Les principaux tests sérologiques utilisés sont :

  • Le TPHA (Treponema Pallidum Haemaglutination Assay) : de très bonne spécificité (99,5 %), il se positive à partir du 7 e -10e jour après l’apparition du chancre ;
  • Le VDRL (Venereal Disease Research Laboratory) : technique sérologique non tréponémique (cardiolipidique), il se positive après le TPHA, à partir du 10e -15ejour après l’apparition du chancre, pour augmenter progressivement jusqu’en fin de phase primaire ; il permet de suivre l’évolution sous traitement, son titre chutant rapidement après ce dernier : un traitement efficace doit entraîner une baisse du titre d’un facteur 4 au 3 e -6 e mois, voire une négativation à 1 an, au moins en cas de syphilis précoce ; en cas de diminution insuffisante ou de remontée, un retraitement s’avère nécessaire ; sa spécificité est limitée par de nombreuses causes de fausse positivité, d’ordre infectieux (viroses, maladies bactériennes, parasitaires) ou non (grossesse, hépatopathie chronique, cirrhose, connectivite, dysglobulinémie, etc.) ;
  • Le FTA (Fluorescent Treponema antibody Assay) : technique d’immunofluorescence, c’est le test le plus précoce, qui se positive dès le 5e -7ejour du chancre ; sa limite de positivité après absorption est le 1/50e ; cette technique peut aussi être utilisée pour détecter les IgM spécifiques antitréponémiques. L’association de ces différents tests sérologiques permet le diagnostic de stade évolutif. Les tests ELISA, disponibles, sont peu utilisés en France. La sérologie peut être utilisée dans le liquide céphalo-rachidien pour confirmer une atteinte méningée : elle repose sur la positivité in situ du VDRL ou du FTA-IgM, le TPHA et le FTA étant toujours positifs dans le LCR comme dans le sang.

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Afin d’assurer une bonne sensibilité à l’examen parasitologique des selles et compte tenu des cycles parasitaires, il est recommandé de pratiquer trois examens espacés de plusieurs jours répartis sur 8 à 10 jours.

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